病理生理学实习指导
绪 言
一、病理生理学实验的性质及内容
病理生理学是一门理论性的，同时也是一门实验性的科学，其主要研究方法之一为动物实验。即在人为控制的条件下，在动物身上复制各种类似人类疾病的动物模型。观察疾病时机体的生理机能和生化代谢的变化及其发生发展的全部过程，进而阐明疾病发生发展的原因和机制，揭示疾病演变和转归的基本规律及病理过程的动物身上。采取各种措施进行实验性治疗，为治疗学提供理论和实践的依据。
病理生理学常用的实验方法有以下两种：
（一）急性实验：在短期内在动物体内复制疾病模型，观察其发生民展及结局。因为急性实验常常是在麻醉手术创伤、失血等条件下进行，因此观察到的现象，有时不能完全说明整体动物在生理条件下的机能代谢活动规律。因此在实际应用中，我们必须最大限度地缩小和避免其缺点，如要选择健康的实验动物，麻醉方法要适宜，手术要轻巧迅速等。对实验结果要进行全面、客观地分析，才能比较如实的反映患病机体的客观变化。由于实验课的学时有限，大多数教学多采用急性实验。
（二）慢性实验：这是在指无菌的条件下，给动物实行一定的外科手术（例如各种瘘管、脏器的切除或移植），待其恢复健康后再进行实验观察，或者把一定的致病因子作用于动物复制近似人类的慢性疾病模型，对疾病过程的各种变化进行细致而长期的动态观察。这类方法的最大优点是坚持了实验动物机体的完整性及其与外界环境的统一性，动物处于比较接近自然的状态，因此所观察到的结果比较接近实际。但由于慢性实验时间长，实验设备和技术要求高，动物园的饲养和护理要求较严不宜作为教学实验。既使根据教学需要做一些慢性实验，同学们也只能观察到慢性实验全部过程中的一部分。
以上实验均是用动物复制疾病模型，它和人体的疾病来比较，仍有一定的距离，因此所得的实验材料，不能无条件的照搬于人体，还必须和临床观察紧密的地联系起来。
二、病理生理学实验课的目的和要求
病理生理学实验课的目的，在于使同学通过实验验证和巩固部分病理生理学讲授的基本理论，了解和初步掌握复制疾病模型的实验方法及病理生理学实验的基本操作技术，并通过实验逐步培养和提高学生的观察事物、分析问题、解决问题的能力。培养同学对科学工作的严肃态度，严密的工作方法和实事求是的工作作风。
为了达到实验课的目的，要求同学必须遵守以下实验规则：
（一）实验前要仔细阅读实验指导、了解实验目的、实验步骤和主要观察指标及其意义，同时结合实验内容，复习有关理论，以便对实验结果进行分析和讨论。
（三）实验前要仔细检查器材、药品有无短缺或损坏，如发现上述情况及时报告教师，然后到技术室登记领取。实验时，每组同学必须明分工，各尽其责、密切合作，使实验有条不紊地顺利进行。各种分工，在不同的实验中轮流担任，使同学都能在实验的各个方面得到学习和锻炼。顺利进行。各种分工，在不同实验中轮流担任。使同学都能在实验的各个方面得到学习和锻炼。
（四）实验操作时，要按操作规程使用仪器，要爱护仪器和公共财物，无故损坏者，按超定进行处理。
（五）仔细、耐心地观察实验过程中出现的每一反应和变化，实事求是地记录下来，并运用所学的理论，对实验结果进行分析讨论。
（六）实验结束后，应将实验所用器材擦洗干净、清点、整理，如有损坏、缺少，应及时报告负责老师、说明储况。同时做好实验室的清洁卫生工作，关好门、窗、水电等，经教师允许方能离开实验室。
（七）每次实验后，均应告出实验报告，这是病生教学实验的组成部分，因此要求取学必须作为一项基本功认真完成，实验报告书写要精确，扼要，全面，字迹清楚，实验报告包括下列内容。
1、系别：年级、小组、姓名、实验日期
2、实验题目
3、实验目的
4、实验动物：种类、性别、体重、数量，健威状况或一般倘况。
5、实验方法：原则上应写出，因实验指导已写清楚，一般从略。如果仪器、药品或方法临时有所变更，可作简短说明。
6、实验结果：是实验中最重要的部分。应将实验过程申观察到的现象实事求是的记述。记述方式可包括为三种(1)文字描述 (2)曲绒图 (3)表格等。根据不同的结果采用最准确，清楚和适宜的形式。如血压、呼吸变化，尽量用曲线图记录实验结果。
7、实验讨论：讨论是根据所学的理论知识对结果进行分析、推理、逐步导向结论的思维过程。讨论必须依据本组的实验结果，如果本组因故未能完成，则应认真总结本实验失
败的原因和教训，并另安排时间补做。
8、实验小结：通过分析讨论。对本次实验所能验证的概念、原则和理论，用简明扼要的文字做一概括。其中也可以包括个人的体会和经验教训。
以下主要介绍我教研室教学实验中，同学们应了解和掌握动物实验的基本知识，常用的手术器械的药品以及某些动物的生理生化指标。
三、动物实验的基本知识
(一)实验动物的捕捉与圃定方法
1、大白鼠的捕捉与固定。
先用右手抓住鼠尾放于鼠笼上;在其向前爬行时， 甩左手拇指和食指迅速抓住小白鼠两耳和颈后部的皮肤，用左手的无名指和小指夹住鼠尾和后肢，这样即可以用左手将小白鼠固定，右手可作注射或其它实验操作。
2、兔的捕捉与固定。
先用右手抓住兔背部皮肤，轻轻提起，再用另一只收手托住其臀部使其呈坐位姿势，放在兔台上。最好不要提兔耳，以免家兔过度挣扎而将免耳软骨折断或失去生理储况，影响实验结果，然后用四根已打好活套的绳子绑住家兔四肢的踝部上一厘米处，将家兔放置呈仰卧位，先将两前肢绑绳在背后交叉，交叉过来的绳子压住上肢，分别对称地绑在兔台边缘的圆孔或小立柱上，两后肢不用交叉。然后将兔嘴固定于兔台前端的立柱上。
(二)实验动物的注射法
1、家兔耳缘静脉注射法
首先将家兔耳缘部的毛剪去或拔去，井用一手压迫耳静脉近心端，使静脉充血，用左手拇指和食指持耳尖，右手持注射器，先从靠耳尖部的血管开始注射，使针尖指向近心端并与皮肤呈10度角，从正面刺入血管，待进入血管后，立即使针头与血管呈平行位置，用左手将兔耳及针头固定右手食指和中指夹针管拇指推针心，将药液注入，若针头巳进入血管，肉眼可见药液流入血管内。也可向外略抽一下注射器针心。如有血液回流，即可进行药物注射，如果阻力较大，针尖部皮肤发自肿胀。说明巳注入血哲外，应将针头抽出，重新注射。注射完毕，用棚球压迫刺口处，再抽出针头，并轻轻揉压片刻以防出血。
2、小白鼠腹腔注射;
将小白鼠固定在右手中，右手持汪射器，将针头从左鼠下腹部朝头部方向刺入腹腔，回
抽注射器时，如无回血或尿液，表示针头未刺入腹腔脏器和膀胱，即可进行注射。注意针头不宜靠近上腹部或太深。以免刺破内脏。
(三)实验动物的采血法
1.家兔耳缘静脉取血法
如要采集少量血液，可按耳缘静脉注射法取血，也可用二甲苯轻擦耳缘静脉部。待其充血后，在靠近耳尖部的血管处刺破，兔血即由破口流出，取血后用棉球压迫止血。
2.小白鼠尾部取血法
将鼠固定后，在鼠尾处1/3与内2/3交界处，用剪刀剪去尾尖（或切断）用手轻轻从尾根部向尾尖部挤几下，血液即可流出。如要间隔多次采血，每次采血时，可将鼠尾剪去很少一段，取血后用线将鼠尾残端结扎，以防继续出血。
（四）实验动物的麻醉方法
实验动物的麻醉方法，可分为全身麻碎和局部麻醉。我们教学实验多采用局部麻醉方法。其方法是，用1%普鲁卡因溶液作皮下浸润麻醉，麻醉范围稍大于手术切□，麻醉药物剂量依切口大小和深度而定。
(五)实验动物的呼吸血压描记和常用手术操作
1、家兔的呼吸描记法
将家兔背位固定于兔台上，"剪去颈前部之毛，"局麻后用手术刀沿颈中线切开皮肤，从胸骨柄上的1厘米处切至喉头下lcm,切口约5~7cm,用止血钳分离皮下组织，肌膜和肌肉，分离出气管后;在其下面穿一粗线，做一虚结，在气管软骨环间做倒"T"形切口，插入气管插管，并将续扎紧固定，用橡皮管连接气管插管之另一侧臂和马利氏气鼓以描记呼吸运动曲线。
2、家兔的血压描记方法
沿气管一例分离组织。则可露出颈总动脉，将颈总动脉和神经分开，分离出约1．5厘米长颈总动脉。在其下方穿二根浸有生理盐水的细线备用。于水银检压计加压端的橡皮管内注入生理盐水，直至动物插管内充满生理盐水，然后用止血钳尖夹住动脉插管的橡皮端，继续加压使检压汞柱上升至12OmmHg左右，然后夹住橡皮管的加压端，汞柱不再上升或下降，将颈总功脉远心端用线结扎。近心端结一虚结，然后于兔耳静脉注入肝素(1%lmI/kg)，抗凝，在近心端用动脉夹夹住颈总动脉，其与远心端结扎线相距为1，5cm，左手的拇指和食指提起远心端的结扎线，小指垫在颈总动脉下，右手持眼科剪，在靠近远心结扎处剪颈总动脉周径
1/3左右，将已充满生理盐水的动脉插管由切口向心脏方向插入动脉立即将近心端虚结扎紧，使套管紧紧固定在动脉管腔内，然后慢慢打开动脉夹而后打开止血钳，可见检压计汞柱有明显波动。如血压比较平稳，可将套管安置于适宜位置，使动脉不致扭曲或拉得过长。描笔随汞柱上下波动在记纹鼓上，将血压曲线描记下来。
3、家兔颈外静脉分离插管术
颈外静脉分布很浅，在颈部皮下胸锁乳突肌外缘。将一切开的皮肤，用手在皮肤外面向上损起，即可见到该静脉，壁薄而粗大呈暗紫色。暴露静脉以后，沿血管走行方向用血管钳轻轻分离周围的结缔组织，颈外静脉分离出来以后，插管方法与颈总动脉相似，也是向心插入，注意的是，插管前先用动脉夹夹住颈称脉近心端。待血管充盈后，再结扎远心端。这样便于剪口和插管。
4、家兔股动脉分离插管术
家兔背部固定，腹股沟部剪毛，在腹股沟部阴手指触及动脉搏动明显处行局麻，然后沿血管行走方向，做4厘米左右切口。用蚊式钳分离皮下筋腹、肌肉组织后，血管和神经即完全暴露，股静脉位于内刨，股神经位于外侧，股动脉位于中间偏后，细心分出股动脉，于其下方穿过两根细线，将远心端结扎、近心端用动脉夹夹住，将远心端结扎线轻轻提起，用眼科小剪刀，靠近结扎处剪股动脉周径1/3左右，向心方向插入充满生理盐水的动脉插管，用线结扎将插管固定在动脉管腔内。
附：急性动物实验常用的手术器械、药品
实验二 钾代谢障碍
目的要求：
观察高血钾的心肌毒性作用及心电图变化的特征、深入理解电解质代谢紊乱的基本理论。 实验动物： 豚鼠或兔 药品和器材：
20%乌拉坦、2%、5%、10%氯化钾及2%普鲁卡因、注射器、小儿头皮针，手术器械及心电图机。 实验步骤及观察：
一、复制豚鼠高血钾，称豚鼠体重，用20%乌拉坦(0.5ml/100g体重)行腹腔注入麻醉，背位固定。
(一)用单极肢体导联记录心电图，将针形电极(6号注射器针头)分别刺入四肢踝部皮下(切勿刺入肌肉内)导线连接按右前肢(红)、左前肢（黄），右后肢(黑)，左后肢(绿)的顺序。选择标准第二导联(Ⅱ)或加压单极左右肢导联（AVF）描记心电图。若实验前T波高于0.l5mv。可改用其它导联，若T波仍高，要另换动物。
记录一段实验前心电图。心电图纸长以实习小组内每个同学能分别得到4-5个心动周期的图形为宜。
(二)向腹腔内注入5%氯化钠lml。从首次注入氯化钾起每隔5分钟再注入氯化钾0.5ml，每次注入后5分钟分别记录一次心电图，如有变化时要随时记录，直至发生心室纤维颤动为止并立即开胸，观察心脏活动的状态。
注意事项：
一、腹腔注入氯化钾，应从下腹部上1/4处刺入腹腔以防刺入膀胱内。
二、注意排除记录心电图的各种干扰。将电极用酒精或盐水棉球擦干净，并及时清除针形电极电线周围的血和水，以保持良好的导电状态。
各电极与四肢及导线一定要紧密相接。随时注意防止电极的脱落和导线连接处的松动。 接好地线，各导线之间不要交叉，心电图机要离动物稍远些。
如果采取了上述措施后仍有干扰，则应排除心电图机本身的问题。
附录：心电图机的使用方法
纸速开关定于25毫米，衰减开关调至"1"的位置，导联开关定于"0“处。零位调节钮及增益旋钮置于中间位置。三位顶开关定于"准备"处，并接好地线和电源导线。开动电源开关接通电源，预热5分钟后可开始工作。
记录时调节零位旋钮，使描笔位于中间。将三位顶开关置于"记录"位置。导联选择开关置于“0”位。快速重复地按动定标电压按钮，记录下标准电压波(1毫伏=记录纸的10个小方格)如标准电压过大或过小，调整增益旋钮进行校正。
将三位顶开关按钮转至“准备”位置，转动导联选择开关指向所需的位置。然后，再将此开关移至“观察”或“记录“的位置，以便进行心电图的观察和记录。如变换导联更换电极位置时必须按上述过程重复一次。
装心电图纸时，向主板动装纸板手，装纸架白动跳出，然后将其取下，把心电图纸夹在该架中间富有弹力的部位。
实验三 水 肿
一、实验性肺水肿
目的要求：
1、复制实验性肺水肿
2、了解肺水肿的表现及其发生的机理
实硷动物：家兔
药品与器材
生理盐水，1%普鲁卡因，肾上腺素生理盐水(1%肾上腺素1m1十生理盐水9ml)，20%磺基水杨酸溶液，肝素溶液(1250单位/毫升)。
动物呼吸血压描记装置一套、动物急性实验手术用品一套、输送装置一套，听诊器、滤纸、天平、婴儿称、吸管一个，载玻片三张。
实验步骤与现察
本次实验分实验组(Ⅰ和Ⅱ)及对照组，实验过程中要对比观察对照组与实验动物的表现和结果，并联系所学理论进行分析。
实验组Ⅰ
1、取家兔一只，称体重后，背部固定，在1%普鲁卡因局麻下切开颈部皮肤，按常规操作，分离出气管，一侧颈总动脉、另侧颈外静脉。插好气管插管并与玛利氏气鼓相连，由耳缘静脉注入肝素溶液(1250单位/公斤)，插入已连接好血压描记装置的动脉插管，准备描记呼吸、血压。把静脉插管与输液装置相连，注意排除管道中的气体，用动脉夹阻断颈外静脉之近心端，使静脉充盈后，结扎远心端，于靠近远心端结扎处剪一小口，并插入静脉插管，结扎固定，准备输液。可打开静脉输液装置的螺旋夹。如输液畅通时，即拧紧螺旋夹。
2、描记一段正常呼吸，血压曲线，并用听诊器听肺的正常呼吸音。然后自颈外静脉输入37-38℃生理盐水（输入总量1OOml/kg,输液速度为180-200滴/分），待注入量将完毕时将生理盐水输液速废加快，几乎成柱，直至肺水肿形成。
3、密切观察呼吸、血压改变和气管插管内是否有粉红色泡沫样液体流出。并用听诊器听诊肺部有无湿性罗音出现。当证明肺水肿出现时，用小试管接取少量气管插管溢出之水肿液，备用以作水肿液蛋白质定性实验。夹住气管，处死动物，打开胸腔，用粗线在气管分叉上方1厘米处结扎气管(防止水肿液流出)，并于结扎线上端切断气管。观察胸腔内及心包腔
内积液挤至一端，用注射器抽出少量积液备用。然后小心将心肺提起离断腔静脉及主动脉后，把肺取出，并于肺动脉与肺静脉近肺端以一粗线结扎之，剪断血管以离断心脏。用滤纸吸去肺表面的液体后称取肺重；计算肺系数。然后肉眼观察肺大体的改变。切开肺脏，注意有无泡沫样液体流出。
对气管插管中溢出之水肿液、腹腔积液和心包积液进行蛋白质定性试验，以了解微血管壁通透性的改变。
剖开腹腔(注意一定要从腹白线切开，以防止出血)，观察有无腹水 ，可用吸管吸出少量腹水备用。同时观察腹腔器官有无水肿。
注意事项：
1、实验兔与对照兔的输液速废应基本一致，不要太快或太慢，以控制在180-200滴/分为宜。
2、解剖取肺时，注意勿损伤肺表面和挤压肺组织，以防止水肿液流出，影响肺系数值。 附录
1、肺系数计算公式
肺系数=肺重量（克）/体重量（公斤）
2、水肿液蛋白质定性 —— 磺基水杨酸法
原理：磺基水杨酸是一种生物碱试剂，在酸性环境下，可与蛋白质的氨基结合形成不溶于水的盐类。
试剂：20%磺基水杨酸溶液
操作：取载玻片3张，于每张玻片两端滴上需测的水肿液2-3滴，向载玻片一端的水肿液冲滴加20%磺基水杨酸一滴与未加试剂的另一端水肿液相比较，如水肿液变混浊即为阳性，清析透明为阴性。
实验四 缺 氧
一、几种类型的缺氧
目的要求
1、在动物身上复制缺氧性、血液性、组织中毒性缺氧，以了解各种类型缺氧对机体影响及其表现特点。
2、观察缺氧时动物的一般情况，呼吸和内脏血液颜色的变化。
实验动物：小白鼠
药品与器材
钠石灰(NaOH·OaO)，甲酸，浓硫酸，5%亚硝酸钠，1%美兰，0.1%氰化钾，生理盐水。 小白鼠缺氧瓶(100-125ml带塞锥形瓶或广口瓶)(图5-1)，CO发生装置(图5-2)。广口瓶，5ml和2ml刻度吸管，lml注射器，酒精灯，剪刀，锤子。
实验步骤与观察
1、缺氧性缺氧
(1)取钠石灰少许(约5克)及小白鼠一只放入缺氧瓶内，观察动物的一般情况，呼吸频率、深度、皮肤和口唇的颜色，然后塞紧瓶塞，记录时间，观察动物缺氧后的表现与正常有何不同，直到动物死亡为止。记录死亡时间。
(2)保留动物尸休，待2、3、4实验做完后，再依次打开其腹腔，比较血液和内脏的颜色。
2、一氧化碳中毒性缺氧
(1)如图5-2装好CO发生装置
(2)将小白鼠一只放入广口瓶中，观察其正常表现，然后与CO发生装置连接。
(3)取甲酸3ml放入试管内，加入浓硫酸2ml,塞紧,若CO产生不足，可用酒精灯在试验管底部加热，加速CO的产生，但不可以过热至液体沸腾，以防试管爆炸或CO产生过多过快，动物死亡，血液颜色改变不明显。
(4)观察指标与方法同上。
5、亚硝酸钠中毒性缺氧
(1)取体重相近的两只小白鼠，观察正常表现后，向腹腔注入5%亚硝酸钠0.3ml，其中一只注入亚硝酸钠后，立即再向腹腔内注入1%美兰溶液0.3ml，另一支再注入生理盐水0.3ml。
(2)观察指标与方法同上，比较两鼠表现及死亡时间有无差异。
4、氰化钾中毒性缺氧
(1)取小白鼠一只，观察正常表现后，腹腔注射0.1%氰化钾0.2ml。
(2)观察指标同上。
注意事项
1、缺氧瓶一定要密闭，可用凡士林油涂在瓶塞边缘。
2、小白鼠腹腔注射，应稍靠左下腹，勿损伤肝脏，也应避光将药液注入肠腔及膀胱
内。
3、氰化钾有剧毒，应妥善保存，使用时勿沾染皮肤、粘膜、特别是破损处，实验后将物品洗干净。
二、影响缺氧耐受性的因素
目的要求
观察神经系统机能状态的改变，外界环境温度的变化，以及CO浓度的增高对缺氧耐受性的影响。了解条件因素在缺氧发病中的重要性，以及临床应用冬眠和低温治疗的实用意义。
实验动物：小白鼠
药品与器材
1%普鲁卡因，0.25%氯丙嗪，生理盐水，钠石灰，碎冰块。
小白鼠缺氧瓶(图5-1)，温度计，粗天平，剪刀，镊子，注射器、
实验步骤与观察
1、环境温度变化对缺氧耐受性影响
(l)取小白鼠缺氧瓶三个。各放入钠石灰少许。
(2)取500m1烧杯(或小搪瓷盆)二个，一个加碎冰块和冷水、将其水温调到0℃-4℃，另一个加入热水，其温度调到40-42℃。
(3)取体重相近的小白鼠三只，称重后，分别装入缺氧瓶内，另一只置于室温中，瓶塞盖紧后开始计时。
(4)持续观察各鼠在瓶中的活动情况，待小鼠死亡后，计算存活时间。比较三只小白鼠表现及死亡时间有无差异。
2、神经系统机能状态不同对缺氧耐受性的影响
(1)取体重相近的小白鼠三只
甲鼠：腹腔注射咖啡因0.1m1/10克体重。
乙鼠：腹腔注射0.25%氯丙嗪0.1m1/10克体重 .
丙鼠：腹腔注射0.25%生理盐水0.1m1/10克体重。
（2）约15-20分钟后，将三只小白鼠分别放入有钠石灰的缺氧瓶内，密闭后开始计算存活时间。比较三只小白鼠有何差异。
三、种属、 年龄对低压缺氧耐受性的影响(示教)
目的要求
观察青蛙(蟾蜍)，初生小白鼠，成年小白鼠 在低压缺氧下存活时间的不同，以判断其耐受性的高低。
实验动物
青蛙或蟾蜍，初生小白鼠，成年小白鼠。
药品与器材
真空汞，小动物减压装置(用玻璃真空干燥器改装)
实验步骤与观察
1、将青蛙(或蟾蜍)，新生小白鼠和成年小白鼠一同放入真空干燥器内。
2、用真空泵抽气。减压速度为每分钟上升2000米模拟高度直到9000米模拟高度，并开始计时，观察动物表现，分别记录其死亡时间。
实验五 休 克
一、失血性休克
目的要求
1、 复制家兔失血性休克。
2、 观察失血性休克动物的机能改变。
3、 探讨失血性休克的发病机理。
实验动物：家兔
药品与器材
25%乌拉坦溶液、生理盐水、肝素溶液(1250单位/毫升)。
动物呼吸血压描记装置一套，急性动物实验手术用品一套，输液装置一套、测中心静脉压装置、输尿管插管、温度计、婴儿秤、刻度离心管、离心机。
实验步骤与观察
l、取成年兔一只。按体重由耳练静脉注入%25乌拉坦(按1g/kg)进行麻醉。
2、动物背位固定，剪去手术部位被毛，自甲状软骨处向下切开颈正中皮肤5--6cm，分离气管，左侧颈总动脉和右刨颈总静脉，插入气官插管描记呼吸。 在耻骨联合上作下腹部正中切口长约5cm，找出膀胱，排空尿液后，将膀胱游离腹腔外，肠管推向上端，均敷以
温盐水纱布，充分暴露，背面膀腕三角区，找出双侧输尿管入口，分离双侧输尿管。
3、由耳缘静脉注入肝素溶液(1250单位/公斤)。将带有三通管的动脉套管的一侧联接血压描记装置，另一侧管暂时夹闭以备放血用，插入颈动脉套管记录血压。从右侧颈外静脉插入5cm长的静脉插管，导管的外端用三管连接输液装置和膀胱检压计以备输液和测定中心静脉压，在测压前，阻断检压计侧管、使导管与输液瓶相通，缓慢输入生理盐水(5滴/分)，保持静脉通畅(对全身巳肝素化的动物。可不必连续输液)。插入输尿管导管，记录每分钟尿滴数。
4、放血前观察动物一般情况及各项生理指标，皮肤粘膜颜色，肛温、血压、呼吸、心率(开快鼓记录)，中心静脉、尿量。
5、将放血用的侧管连以5Oml注射器，打开该侧管。进行放血，一直放血至血压为40—30mmHg,调节注射器内放出的血量，使血压稳定在低水平。
6、维持血压在40-3OmmHg15-20分钟。观察注射器中血量的增减，失血期间动物各项生理指标(同步骤4)改变。
7、停止放血，记录失血量，将注射器内的血液倒入输液瓶内快速从静脉输回原血，并再输入相当于失血量的生理盐水(50滴/分)，进行抢救， 输血和输液后，再复查动物一般储况及各项生理指标。可根据休克的病理生理改变自行设计方案进行抢救，再观察抢救效果。
注意事项
1、本实验手术较多，应尽量避免和减少因手术所致出血，否则手术本身就可引起休克。
2、麻醉深浅要适度，麻醉过浅，动物疼痛，可致神经源性休克。必要时可于手术区域注以少量1%普鲁卡因溶液。
3、牵拉膀胱，肠管要轻，以免引起创伤性休克。
附录
1、测量中心静脉压方法
（1）从颈外静脉插入塑料静脉导管，一直插到上腔静脉入右房口(相当于锁骨下1—2cm)，插入导管长度，约5cm左右并经三通管与输液瓶和水检压计相连。
（2）测压前，通过输液瓶使盐水灌 满水检压水计，检压计0点刻度与心脏水平一致。
（3）测压时，阻断与输液瓶相通的测管，使水检压计与静脉导管相通，可观察到水检压计内液而逐渐下降，最后当液面不再下降而随呼吸上下波动时，读取此时的液面刻度即中
心静脉压。
（4）测完压力后，又使检压计内充满盐水，然后阻断与检压计相通的侧管，使输液瓶与静脉导管相通，继续慢些输液(5滴/分)维持管道通畅。
2、血细胞比容测定方法
血细胞容积为每100毫升血液中红细胞压积占血液容积的比例。本实验中的具体测定法是，在颈动脉放血时，先将插管中含有生理盐水的血液放掉约3-4毫升，然后用一刻度离心管取血5毫升(或10毫升)以3000转/分的速度进行离心10分钟读红细胞容积值，再计算出其容积与所占血液量的百分比。正常家兔血红细胞比容积约为30~40%。放血使血压降至40-3OmmHg后，持续l5分钟左右，观察血压有无回升。此时再测血红细胞比容。取血时最好仍用前次之离心管，并先放掉插管内之残存血液，取血量也应同前。
将两次结果进行比较，分析其变化的意义。
3、用于抢救的参考药物，
尼克刹米(可拉明）、苯甲酸钠咖啡因、肾上腺素、去甲肾上腺素、异丙肾上腺素、多巴胺、酚妥拉明、阿托品、山莨菪碱、葡萄糖溶液等。
实验六 氨在肝性脑病发病机制中的作用
目的要求：
对切除肝脏和不切除肝脏的动物输入氯化铵，观察出现相应症状所需氯化铵用量及时间，然后用谷氨酸进行实验性治疗， 测定动物实验前后血尿素氮水平的变化。以此探讨氨在肝性脑病机制中的作用，并了解谷氨酸钠是针对氨中毒的一项基本治疗措施。 实验动物：家兔
药品与器材:
1%普鲁卡因，1%肝素，复方氯化铵溶液，复方谷氨酸钠溶液。
尿素氮测定用药品及器材一套，兔急性手术器械一套，兔固定台，搪瓷园盆，动脉夹、静脉输液装置，空心塑料导管，带侧管的动脉套管， 粗棉线，5ml,l0ml,50ml注射器。 实验步骤与观察项目
1、颈动脉插管取血
甲、乙、丙三兔分别称重。仰卧固定于兔台，接好颈动脉套管(充满肝素），分别取血4毫升后，再向套管内注入肝素，关闭管口。
2、测实验前血尿素氮并观察实验前动物情况：
取血标本5毫升作尿素氮测定(操作程序详见附录)。观察记录家兔的一般情况，呼吸频率和深度、对疼痛刺激的反应及角膜反射等。
3、甲兔作肝大部切除，肠腔内注入复方氯化铵溶液。
(1)以1%普鲁卡因浸润麻醉，从胸骨剑突起作上腹正中切口，长约8cm。左手按压肝膈面，剪断肝与横膈之间的镰状韧带再将肝叶上翻，剥离肝胃韧带，使肝叶完全游离。然后以右手食中指夹持粗棉线沿肝左外，左中叶和方形叶之根部绕一周，并结扎以阻断血流。由于供应右升叶及尾状叶之门脉血管为独立分支。不会同时被结扎，因而得以保留。
(2)沿胃幽门找出十二指肠，用眼科剪在肠壁作一切口，将细胶管插入肠腔内约5cm，作荷包缝合固定，然后用止血钳夹住腹壁切口边缘，关闭腹腔。每隔五分钟向十二指肠插管中注入2·5%NH4·Cl混合液5ml(注意注射量要准)。
观察动物呼吸、角膜反射、抽搐及痉挛发生所需的时间。并计算所用复方氯化铵混合液的总量，并计算每公斤体重的用量、然后自耳缘静脉推注标准复方谷氨酸钠溶液，直至症状缓解(用量约20-30ml/kg)，并可继续观察。病情再度恶化乃至死亡之可能拴。计算症状出现后的存活时间。
4、乙兔除不结扎肝脏和不进行实验性治疗外，其余方法步骤同甲兔。
实验注意事项
1、本实验操作及观察指标多，实验者要明确分工各负其责，以保证前后结果的可靠性。
2、剪镰伏韧带时，慎防刺破横膈。游离肝脏时动作宜轻巧，以免肝叶破裂出血。结扎线应扎于肝叶根部避免勒破肝叶。
3、乙兔开始滴注时间应略迟于甲兔，以便甲兔出现抽搐，并计算出氯化铵用量后，能对乙兔作对照观察测定。
七、录像
1、 病理生理基础知识
2、 休克的微循环变化
3、 心肌缺血再灌注损伤
4、 急性肾衰