实验1 药理实验基本操作

1. 药理学实验注意事项

安全、值日。

2. 试验报告的撰写

实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得当。

内容包含：试验题目、试验目的、实验原理、试验材料、试验方法、实验结果、讨论、结论、注意事项。

3. 药理学实验设计的三大原则

重复、随机、对照。

4. 药理学实验常用动物简介

4.1 常用种类：小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴和鸡，青蛙、蟾蜍，猴和猩猩等实验动物。

①    青蛙和蟾蜍易饲养，一般用其心脏，观察药物对心脏的作用；其坐骨神经腓肠肌标本可观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用，用于局麻药和肌松药的研究；

②    小鼠，最常用，易大量繁殖，适用于需要大量动物的试验，如半数致死量和药物的初步筛选试验；

③    大鼠，可用于不便用小鼠进行的试验，如血压试验；大鼠对炎症比较敏感，可用于观察药物的抗炎作用。大鼠无胆囊，便于通过胆管收集胆汁；大鼠也是新药进行长期毒性试验的常规动物；

④    豚鼠，用于筛选平喘药和抗组胺药，抗结核药；也常用于药物主动过敏性和被动过敏性试验研究。

⑤    新西兰兔，兔子的皮肤对刺激物的反应接近人，适用于观察药物对皮肤的局部作用；成年雌兔常用于避孕药研究；作用于心脏、血压、呼吸的药物，以及解热药和热源检查；眼用药物的药效学和药动学研究。

⑥    猫，血压试验和止咳药物的药效和机制研究等；

⑦    犬，适于慢性试验，新药临床前毒性试验，犬和猫对呕吐反应很灵敏，常用于观察药物的致吐和镇吐作用。犬也是新药进行长期毒性试验的常规动物；

⑧    猴和猩猩，高级动物，接近于人类。常用于观察药物对行为的影响。新药临床前安全性评价也需要使用猴。

4.2 我国将实验动物按照微生物控制进行等级分类
    ①一级动物（普通动物，CV）：是实验动物中微生物控制要求最低的动物。外观健康，未见异常，在开放系统内饲养和繁殖。空气未经净化，动物本身所携带的微生物状况不明确，仅要求不能带有人畜共患的和导致动物烈性传染病的病原体。

比如市场买入的家鸽、猫等动物。
②二级动物（清洁动物，CL）：在半屏障系统或屏障系统内饲养和繁殖。不带有动物传染病病原体，如小鼠肝炎病毒等。国外没有这个级别的动物。

比如试验用新西兰兔和豚鼠等。
③三级动物，即无特定病原体动物（SPF）：在屏障系统或系统内饲养和繁殖，经检验无特殊病原菌，无传染病的健康实验动物。SPF级动物来源于无菌动物或剖宫产动物，饲养于屏障系统中，体内及环境中都不存在致病性的微生物和寄生虫，属于健康无病的动物。

现在大鼠和小鼠的常用动物都需要SPF级。
④四级动物（无菌动物，GF）：在隔离系统内饲养和繁殖。体内外均无任何微生物和寄生虫。无菌动物来源于无菌剖宫产，然后将幼仔转移到绝对屏障系统——隔离器中，经人工哺育或无菌动物代乳饲养而成。

一般研究肿瘤药物，要用到这个级别的动物。

还有一种为悉生动物，也是在隔离系统内饲养，人为地将指定的微生物投入无菌动物体内形成的。级别位于三级和四级之间。

5. 基本操作

5.1 注射器的使用方法

器材：注射器 1 ml、2 ml、5 ml；针头：4号、5号、6号。一般小鼠皮下、腹腔、肌肉注射用5.0-6号针头，静脉注射用4.5号或5号针头，口服灌胃用12号针头；大鼠与兔子用16号针头。

药品：生理盐水

试验方法：

①    安装针头：选择适宜号数的针头，安装在针管的管嘴上，拧紧，要求针尖斜面与针管刻度面一致。

②    吸取药液：将针尖浸入药液中，左手持针管，右手提抽针芯，缓慢吸取药液至需要量。

③ 排尽气泡：将吸入药液的注射器垂直向上，先抽一下针芯，使针头内的药液进入针管，并使针管内的空气汇集在药液上面，然后轻轻推动针芯，使空气自针头排出，直至溢出药液为止。若遇小气泡不易排出时，可再抽入空气少许，使该微量气泡汇合于抽入的空气中，然后一并排出（注意：避免将针头朝着自己或他人，防止液体喷射到人身上）。

④ 持注射器：

用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。食指固定在针头与针管接头处；进针后，用食指夹住针管，拇指推动针芯注药。

用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。无名指固定在针头和针管接头处，食指推动针芯注药。

⑤     注意事项：

选择适宜的注射器及针头；

按接针头时须旋转90度；

针头斜面与针管刻度面一致；

排尽气泡；

注射器针头按接处需用食指或无名指固定；

注射器用后须洗净，以防药液污染；

5.2 常用动物的捉拿及给药方法

5.2.1 性别辨认

雌性小鼠：肛门与生殖器距离近，有阴道；

雄性小鼠肛门与生殖器距离远，有睾丸。

大鼠和新西兰兔性别辨认同小鼠。

5.2.2 动物的标记

5.2.3小白鼠

第一、捉拿法：用右手提起鼠尾，放于粗糙物（如鼠笼）面上，并向后拉，趁小鼠用力抓住粗糙面力图向前逃跑时，以左手拇指和中指捏住其两耳及头部皮肤，食指拉住头部皮肤，翻转鼠体，使腹部向上平卧于掌心内，用无名指和小指压住鼠尾而将小鼠完全固定于手中。或者拇指和食指控制右前肢和头部，其余各指抓住腹部固定。

第二、灌胃给药法：将小鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，使口腔与食管呈一条直线，右手持小鼠灌胃针，自口角插入口腔内，沿上颚后壁轻轻插入食管内，如插入无阻力、动物安静、无呼吸异常、口唇发钳等现象即可注入药液（若遇阻力，可抽出再插，避免穿破食管或误入气管内而致死亡）。进针长度为灌胃针的二分之一到三分之一。

灌胃体积：0.1-0.2 ml/10 g，每只最大量不超过1.0 ml。

第三、皮下注射：通常选择背部皮下注射，操作时左手拇指和食指轻轻拉起背部皮肤，右手持注射针水平刺入皮下，针尖向左右摆动，易摆动说明针尖确实已经刺入皮下，然后注射药液。拔针时旋转出针，以手捏住针刺部位，防治药液外漏。

注射体积：0.1-0.3 ml/10 g。

第四、腹腔注射：左手捉拿动物，将腹部朝上，右手拿注射器，针头刺入方向与腹部呈45度角，一般由左右下腹部刺入（大腿根部连线和横膈肌之间）。为避免刺破内脏，可将小鼠头部放低，使脏器移向横隔处，勿刺入肝或膀胱。当针头刺入腹腔有空虚感时即可给药液。

注射体积： 0.2 ml/10 g，每只最大量不超过1.0 ml。

5.2.4大白鼠

第一、灌胃：大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。

大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。大鼠的灌胃针长约6～8 cm，直径约1.2 mm。

大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余的操作均和小鼠一样。

大鼠一般灌胃量为0.5-1.0 ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2 ml是可以的。

第二、腹腔注射

腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。

大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。

大鼠腹腔注射可以用5 ml的注射器，配合5.5～7号针头。

腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。

尤其是对于体重较小的大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。

大鼠腹腔注射的给药容积一般为0.5～10 ml/100 g。

5.2.5新西兰兔

第一、耳静脉注射：耳外缘血管为静脉，中央的血管为动脉。

去毛后可使血管看的更清晰。

左手中指和无名指放在耳下将兔耳垫起，拇指按住耳缘部分，右手持注射器，针头水平经皮下并沿皮下向前推进少许，再刺入血管；

回抽针管有回血，同时注射时无阻力或无发生局部皮肤发白隆起现象，说明针头在血管内即可注射。

注射完毕后，压住针眼，拔出针头，并继续压迫数分钟以防出血。

注射量一般不超过2.0 ml/kg。

第二、灌胃给药：需两人合作

助手就做将兔子躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳、固定头部，右手抓住双前肢、固定前身。

术者将开口器横放在兔子的上下颌之间，固定于舌头之上，然后把导管经开口器中的小孔，沿上颚壁慢慢插入食管15-18 cm；

导管外口端置于一杯清水中，若无气泡溢出说明确已插入食管，此时可用注射器注入药液，然后用少许清水冲洗导管。

灌胃完毕，应先捏闭导管外口，拔出导管，再取出开口器。

给药量通常为10 ml/kg。

5.3 动物的处死方法

5.3.1 颈椎脱臼法

    大、小鼠最常用的处死方法。用拇指和食指用力往下按住鼠头，另一只手抓住鼠尾，用力稍向后上方一拉，使之颈椎脱日，造成脊髓与脑髓断离，动物立即死亡。

5.3.2 空气栓塞处死

主要用于大动物的处死，用注射器将空气急速注入静脉，可使动物致死。空气进入血管，确实能引起气体栓塞，但要视进入气体量的多少而定。如空气量小，可分散到肺泡毛细血管，与血红蛋白结合。或弥散至肺泡，随呼吸排出体外，因而不造成损害。但进入空气量大且比较迅速，则由于心脏的搏动，将空气和心腔内的血液搅拌形成大量泡沫，当心收缩时不被排出或阻塞肺动脉可导致猝死。一般兔与猫可注入10～20 ml空气。狗可注入70～150 ml空气。

5.3.3 急性大失血法

用粗针头一次采取大量心脏血液，可使动物致死。豚鼠与猴等皆可采用此法。鼠可采用动、静脉大量放血致死。狗和猴等在麻醉状态下，暴露出动物的颈动脉，在两端用止血钳夹住，插入套管，然后放松近心端的钳子，轻轻压迫胸部，尽可能大量放血致死。狗也可采用股动脉放血法处死。硫喷妥钠 20～30 mg／kg静脉注射，狗则很快入睡，然后暴露股三角区，用利刀在股三角区作一个约10 cm的横切口，将股动、静脉全部切断，立即喷出血液，用一块湿纱布不断擦去股动脉切口处的血液和凝块，同时不断用自来水冲洗流血，使股动脉切口保持通畅，动物3～5 min内可致死。

5.3.4 吸入麻醉致死法

应用乙醚吸入麻醉的方法处死。大、小鼠在20～30 s陷人麻醉状态，3～5 min死亡。应用此法处死豚鼠时，其肺部和脑会发生小出血点，在病理解剖时应予注意。

5.3.5 注射麻醉法

应用戊巴比妥钠注射麻*醉致死。豚鼠可用其麻*醉剂量3倍以上剂量腹腔注射。猫可采用本药麻醉量的2～3倍药量静脉注射或腹腔内注射。兔可用本药80～100 ml/kg的剂量急速注入耳缘静脉内。狗可用本药100 mg／kg静脉注射。

5.3.6 其它方法

大、小鼠还可采用击打法、断头法、二氧化碳吸入法致死。具体操作为右手抓住鼠尾提起动物，用力摔击鼠头部，动物痉挛致死，或用小木锤用力击打头部致死。用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，由于剪断了脑脊髓，同时大量失血，动物很快死亡。目前国外多采用断头器断头，将动物的颈部放在断头器的铡刀处，慢放下刀柄接触到动物后，用力按下刀柄，将头和身体完全分离，这时有血液喷出，要多加注意。吸入二氧化碳，此法安全、人道、迅速，被认为是处理啮齿类的理想方法，国外现多采用此法。可将多只动物同时置入一个大箱或塑料袋内，然后充入CO2，动物在充满CO2的容器内l～3 min内死去。

5.4 采血

5.4.1 小鼠和大鼠眼底静脉丛采血。

5.4.2 新西兰兔可采用耳缘静脉采血。

第二篇：基本操作实验

实验一　基本操作实验

一、实验目的

（1） 用点的绝对直角坐标或相对直角坐标画线。

    （2） 圆的各种画法。

（3） 圆弧的各种画法。

二、实验仪器、设备

1、硬件环境

PC-486以上微机；32M以上内存；VGA显示格式

2、软件环境

Windows2000或Windows NT操作系统，AutoCAD 2000或高版本

三、实验内容与要求

1．画出下列平面图形（尺寸不标注），并回答问题。

（1）抄画主、俯视图并补画左视图，幅面线框左下角点坐标（0，0），右上角点坐标（420，297）。

 

     (2)　试述画图时采用什么方法保证“三等规律”。

(3)　写出水平、垂直、倾斜三类线段的最快画法。

2．画出如图所示的图形。已知大圆圆心为（140，210），半径为50+x(x为学号末位数)。

 

(1)    写出四个小圆圆心的坐标。

 

(2)    试述此图形的最快画法。

3．画出如图所示的图形（尺寸不标注）。写出二种R50圆弧的画图方法和步骤。

 

实验二　基本绘图实验

一、实验目的

进一步理解和掌握AutoCAD绘图界限的设定、基本绘图、图层设置等命令，并熟练运用目标捕捉定点。

二、实验仪器、设备

1、硬件环境

PC-486以上微机；64M以上内存；VGA显示格式

2、软件环境

Windows2000或Windows NT操作系统，AutoCAD 2000或高版本

三、实验内容

   1、 画出下列图形，并回答问题：

           

    

     　　　　　　　　　　　　　　　　　　　

（a）

 

(b) 　　　　　　　　　　　　　　　　　 (c)  

 （1） 绘制（a）中图形1应用什么绘图命令及子命令比较快捷方便；绘制图形2应采用CIRCLE命令下的哪一子命令，并怎样采用目标捕捉；如何绘制图形3？

 （2） 绘制（b）中的花瓣与叶子可采用什么绘图命令？

     

2、 按下表设置图层，并用PLINE命令绘制A3纸的图框及标题栏，最后存为A3.dwt的模板文件。

 

  3、 在A3模板上，抄画下图主、左视图，并画出其俯视图。